合成细胞为自下而上研究生命基本过程提供了一个可控平台, 并被广泛用于探索生命体系的物理原理及构建具有可编程功能的类细胞系统^[1–7]. 对膜界面上元件工作机制的解析和重构使得研究人员能够赋予合成细胞功能^[8–10], 实现了物质与信号的跨膜传递. 在众多核心功能中, 膜塑形与分裂被认为是合成细胞走向自我复制和增殖能力的关键步骤^[2,11–13]. 这一过程建立在膜生长、体积调节和磷脂分子重排等前驱过程之上^[14]. 因此, 膜曲率、渗透压和脂质组成等物理化学因素如何共同决定囊泡是否能够进入分裂相关的形变通道, 已成为合成细胞研究中的重要问题^[15–17].

巨型单层囊泡(GUVs)因其尺寸接近细胞、脂质组成明确且便于光学观测, 被广泛用作人工细胞的模型区室^[18,19]. 作为一种经典膜模型, GUV为研究膜组成、曲率弹性和渗透条件对形态转变的影响提供了理想体系^[20]. 然而, 并非所有囊泡形变都与分裂相关^[21]. 对合成细胞而言, 具有分裂意义的中间态通常要求囊泡形成两个串联的子区室并通过颈部结构相连, 其几何特征应与后续子囊泡分离过程相兼容^[22]. 相比之下, 内凹颈部更易形成嵌套结构, 长尾形则常处于失稳演化状态, 因此二者通常不对应有效且稳定的分裂路径. ^[16]. 因此, 一个关键问题在于: 在何种物理条件下, GUV会优先进入与分裂兼容的形变分支, 而非转入其他非分裂形貌.

从理论上看, 囊泡形变可由Helfrich膜弹性理论描述^[23]. 在该框架下, 膜的自发曲率和囊泡的约化体积是决定囊泡形态选择的两个关键物理量^[22]. 其中, 脂质组成及其跨叶分布可改变膜的本征曲率偏好^[24], 而渗透压失衡则可通过调节体积收缩改变约化体积^[25]. 尽管这两个因素均被认为与囊泡形变密切相关, 但它们如何协同决定囊泡形变方向、稳态选择以及分裂兼容形貌出现的参数窗口, 仍缺乏系统的实验图景.

基于此, 本文以GUV为模型体系, 通过在基础膜中引入磷脂酰乙醇胺(PE)建立负自发曲率背景, 并通过向外液加入溶血磷脂酰胆碱(LPC)调节膜外叶曲率偏好, 从而实现对膜有效自发曲率的连续调控. 同时, 通过改变外液溶质浓度施加跨膜渗透压差, 以调节囊泡约化体积. 结合低扰动微流控换液与原位共聚焦成像, 本文系统考察了不同自发曲率和渗透压条件下GUV的动态形变行为及其稳态形貌分布. 结果表明, 囊泡形变并非在整个参数空间中均匀发生, 而是受到膜曲率偏好与体积约束的共同限制. 其中, 与分裂兼容的颈缩形貌仅出现在特定参数窗口内. 基于此, 本文进一步构建了囊泡形变稳态形貌图谱, 实验上建立了连接膜自发曲率、约化体积与形貌选择之间的参数化关系, 为理解合成细胞分裂相关形变的物理机制及其理性设计提供了实验基础.

根据Helfrich模型, 对于闭合的囊泡体系, 自由能G可表示为^[23]

其中H代表囊泡的平均曲率; $ c_0 $代表囊泡的自发曲率; K代表囊泡的高斯曲率; $ \kappa, \bar{\kappa} $分别代表平均曲率与高斯曲率对自由能的贡献系数; 拉格朗日乘子$ \lambda A, \; pV $分别代表膜面积与体积对囊泡的约束. 为了分析囊泡颈部形成的临界条件, 本研究以球形囊泡为初始状态, 分析其在扰动下自由能失稳的临界条件. 首先, 采用球谐函数展开径向扰动, 并对Helfrich自由能进行变分展开, 将二阶变分为0的方程作为囊泡形态变化的临界条件,

当膜拓扑结构不变时, 高斯曲率项对自由能的贡献为常数, 所以只需要考虑平衡态附近($ \delta F=0 $)平均曲率与约束对囊泡形变自由能二阶变分的贡献项, 得到其关于模态函数的线性叠加的线性系数为

其中$ R_0 $为初始球状囊泡的半径. 考虑到本实验中囊泡体积受渗透压差的调控而实质上仅有面积不变的约束, 所以线张力λ实际上是囊泡体积V的函数. 这里定义无量纲参数约化自发曲率$ \tilde{c_0}= c_0 R_0 $与约化体积$ v=V/\Big(\dfrac{4}{3}\text{π} R_0^3\Big) $去除囊泡初始形态的影响(其中V为囊泡的体积). 考虑囊泡体积亏损带来的膜自由能变化有:

考虑$ \varLambda_l = 0 $得到囊泡在不同模式下失稳的形变临界条件:

其中$ C_\lambda $为(4)式中比例系数; $ l=0 $与$ l=1 $分别为体积模与平移模, 对应于体积和面积的约束; $ l=2 $对应双极子模, 对应于囊泡从球形向椭球形形变的临界条件; $ l=3 $时对应多极子模, 对应于囊泡从球形向颈部结构形变的临界条件.

所有磷脂均购自Avanti Polar Lipids公司. 除非另有说明, 化学试剂购自Sigma-Aldrich公司.

GUV采用水包油(w/o)乳液转移法制备^[18]. 分别称取6.85 g蔗糖和3.60 g无水葡萄糖, 各自溶于10 mL蒸馏水中得到2 M (1 M = 1 mol/L)母液; 取蔗糖母液用二次水稀释至220 mM作为内相工作液, 取葡萄糖母液稀释至200 mM作为外相工作液. 将POPC和POPE按9∶1的分子比混合, 溶于氯仿中, 浓度为25 mg/mL, 并将2.5 μg/mL的Rho标记的POPE进一步加入到脂质混合物中对脂质膜进行可视化. 取50 μL脂质混合物, 用氮气流吹干. 向磷脂薄膜中加入500 μL矿物油(sigma 330760-1L)涡旋振荡片刻使脂质重新悬浮. 20 μL内相溶液与含混合磷脂的500 μL矿物油涡旋混合30 s, 随后在冰上静置10 min. 接着将500 μL此乳液小心铺在200 μL外相溶液之上, 并在4 ℃下以2000 g离心10 min. 从离心管底部收集GUV, 并重悬于新鲜外相溶液中. 根据不同实验条件加入不同浓度的LPC溶液在4 ℃孵育1 h后用于下游实验.

微流控通道组装. 实验时, 向各腔室分别加入5 μL囊泡悬液, 并在相邻腔室间的通道中加入总体积为10 μL, 200 mM葡萄糖溶液填充通道. 移除封口膜后覆盖盖玻片, 从而形成封闭的灌注通道; 随后在储液槽中加入50 μL待更换的外部浴液并通过外接蠕动泵以30 μL/min的流速抽出溶液, 实现外部浴液的程序化切换(详见补充图S1 (online)).

图像采集. 使用奥林巴斯FV3000共聚焦激光扫描显微镜, 配备Plan-Apochromat 60 x/1.40油浸物镜对脂质囊泡样品进行成像. 荧光染料的激发光源分别为488 nm固态激光器(用于羧基荧光素)和561 nm二极管泵浦固态激光器(用于Rho磷脂). 图像采集通常采用512 × 512像素分辨率, 20—25层Z轴堆叠, 层间距1—2 μm, 采集时间为10 min—3 h. 所有记录的TIFF图像均使用Fiji进行处理、可视化和分析. 为客观界定囊泡形态分类, 提取了囊泡中心截面轮廓, 并基于局部曲率分析跟踪以下四个参数(详见补充图S2 (online)): 两个子区室的平均曲率记为$ c_1 $, $ c_2 $($ c_1 \lt c_2 $), 结合部两个主曲率记为$ c_{{{j}}}^{(1)} $, $ c_{{{j}}}^{(2)} $($ c_{{{j}}}^{(1)} \lt c_{{{j}}}^{(2)} $), 凸曲率为正、凹曲率为负. 定义无量纲参数$ \lambda_{\mathrm{c}} = c_2 / c_1 $, $ \lambda_j = c_{{{j}}}^{(2)} / c_{{{j}}}^{(1)} $, 各形态判据如下: 球形囊泡子区室曲率均为正、无明确结合部($ 1 \leqslant \lambda_{\mathrm{c}} \lt 1.05 $); 椭球形或梨形子区室曲率均为正, 结合部近似为柱面膜, 未形成鞍形弯曲($ 1.05 \leqslant \lambda_c \leqslant 3.0 $且$ \lambda_j \geqslant 20 $). 哑铃形在子区室曲率为正($ 1.05 \leqslant \lambda_{\mathrm{c}} \leqslant 5.0 $)的基础上, 结合部形成鞍面($ -10.0\leqslant\lambda_j \lt -3.0 $); 若鞍部进一步缩窄则形成颈部结构($ \lambda_j \lt -10.0 $); 长尾形具备哑铃形的颈部特征, 且子区室曲率比较大($ \lambda_{\mathrm{c}} \gt 5.0 $). 与外凸形貌不同, 内凹形貌子区室曲率异号($ \lambda_{\mathrm{c}} \lt 0 $)但结合部主曲率同号($ \lambda_j>0 $), 其中内凹口形($ 1 \leqslant |\lambda_{\mathrm{c}}| \leqslant 3.0 $)结合部无明显缩窄($ 1.05 \lt \lambda_j \lt 3.0 $); 内凹颈部则在口形基础上进一步缩窄, 结合部两主曲率均为正且比值较大($ \lambda_j \geqslant 10.0 $). 当连续10帧(对应约16.1 s时间窗口)内, 上述四个参数的变化率均低于10% 时, 判定囊泡已进入形变稳态.

如图1(a)左侧所示, 脂质双层的自发曲率由构成磷脂分子的几何形状所决定^[26,27], 并可由堆积参数$ P=v/(a_0 l) $定量描述^[28], 其中v为疏水尾链体积, $ a_0 $为头基有效面积, l为尾链长度. 对于头部较小、尾部相对较大的锥形分子, 通常有$ P>1 $, 其几何偏好对应负自发曲率; 而对于头部较大、仅含单尾链的倒锥形分子, 通常有$ P<1 $, 更倾向于诱导正自发曲率. 因此, 膜的本征弯曲偏好与脂质分子的形状及其跨膜分布密切相关. 当囊泡在渗透压驱动下发生体积收缩时, 自发曲率将显著影响其形变方向与演化路径^[22]. 如图1(b)所示, 正自发曲率条件下, 囊泡优先沿外凸方向演化, 通常经历球形、长椭球和梨形等中间态, 并最终形成外凸颈部; 负自发曲率条件下, 囊泡则更倾向于内陷方向形变, 由球形逐步转变为盘形和口形囊泡, 并形成向内凹陷的颈部结构. 由此可见, 自发曲率的正负差异决定了囊泡形变的基本分支.

为实现对囊泡自发曲率的实验调控, 本研究采用POPC/DOPE作为基础膜体系, 并利用外加LPC调节膜的跨叶不对称性. 其中, DOPE具有负曲率倾向, 使膜处于负曲率背景^[29]. 在此基础上, 进一步引入溶血磷脂酰胆碱(LPC)作为外源正曲率调节分子. LPC仅含一条疏水尾链, 呈明显倒锥形, 具有较强的正曲率偏好. 此外, LPC具有一定水溶性, 因此可在GUV制备完成后直接加入外部水相, 而无需在成囊阶段预混入总脂质体系^[30]. 加入外液后的LPC可自发吸附并插入囊泡膜外叶^[31], 而磷脂在双层两叶之间的自发翻转在实验时间尺度内极慢^[32], 因此LPC可近似视为主要停留于外叶. 由此产生的跨叶分布不对称进一步增强了正曲率调控的效果, 使我们能够通过调节外液中的LPC浓度, 在不破坏囊泡结构的前提下, 对膜曲率进行连续可控的调节.

为了在研究囊泡形态演化过程中实现快速外液切换, 同时避免液流冲击和剪切力对囊泡造成额外扰动, 本研究构建了一种用于GUV原位观测的阶梯式微流控灌注平台, 如图2(a)所示. 该平台由多孔样品腔芯片与可封闭灌流通道组成, 其中芯片包含多孔微流控槽和可移除的黏性封口膜, 阶梯式通道结构则用于承载囊泡样品并缓冲外部流动对局部微环境的影响.

为评估该平台的换液性能及其对囊泡稳定性的影响, 采用羧基荧光素(CF)进行了荧光示踪实验. 初始时, 通道内充满200 mM葡萄糖溶液; 随后切换为含1 μM CF的200 mM葡萄糖溶液, 并以30 μL/min流速进行灌流, 同时记录通道内平均荧光强度变化. 在荧光信号稳定后, 再以相同流速引入不含CF的200 mM葡萄糖溶液, 对通道进行洗脱. 结果如图2(b)所示, 引入含CF外液后, 通道内平均荧光强度由约160 a.u. (本文中的a.u.表示任意单位) 升高至260 a.u. 以上, 并稳定在260—300 a.u. 之间, 说明外液能够有效置换原有溶液; 洗脱后, 荧光强度进一步由约300 a.u. 降至150 a.u. , 表明残余CF可被有效清除. 整个过程中, 通道内荧光信号变化连续且稳定, 证明该平台具备可靠的快速换液能力. 进一步对同一视野内囊泡进行连续追踪发现, 在换液及洗脱过程中囊泡未出现明显随流漂移, 仅存在热涨落引起的微小位置波动, 且在实验观测时间尺度内可忽略. 这说明平台在30 μL/min流速下能够实现低剪切、低扰动的溶液交换, 不影响囊泡的完整性与空间稳定性. 相较于手动换液方式, 该阶梯式微流控灌注平台更适合用于渗透压变化和外源脂质添加条件下的囊泡原位动态观测, 可在无需反复移动样品或重新寻找视野的情况下, 连续记录囊泡对外界刺激的形变响应.

在前述曲率调控体系的基础上, 本研究首先通过改变外液浓度调控跨膜渗透压差, 以改变囊泡约化体积, 并考察不同自发曲率条件下囊泡形态演化的差异. 为此, 选取两组具有相反曲率偏好的体系进行对比: 一组在POPC∶DOPE = 9∶1的基础膜组成上加入10 μM LPC, 以构建正自发曲率条件; 另一组保持相同基础膜组成而不加入LPC, 作为负自发曲率条件. 两组实验均采用200, 230, 250和280 mM葡萄糖外液, 分别对应0, 30, 50和80 mM的渗透压差, 并在30 μL/min换液条件下进行含时形态观测.

如图3(a)所示, 在每一固定渗透压差条件下, 均以1.6 s的时间间隔连续采集囊泡形态图像, 并以形变起始时刻作为时间零点展示代表性演化过程. 结果表明, 囊泡在渗透压驱动下的形变路径不仅取决于体积收缩程度, 也受到膜自发曲率符号的显著影响. 对于正自发曲率体系, 囊泡整体上表现出沿外凸方向发展的形变趋势. 图3(b)显示, 在无渗透压差下(样本总数N = 125), 95.2%的囊泡保持球形; 当渗透压差为30 mM时(样本总数N = 153), 42.5%的囊泡仍维持球形, 52.3%则转变为梨形; 进一步增大至50 mM时(样本总数N = 91), 83.5%的囊泡在中部发生明显缢缩, 形成带颈部结构的哑铃形; 当渗透压差增加至80 mM后(样本总数N = 84), 54.8%的囊泡进一步发展出细长尾部, 另有27.4%维持为带颈部结构(详见补充图S3与表S1 (online)). 总体而言, 随着渗透压差增大, 正自发曲率囊泡表现出由局部外凸向高曲率外伸结构持续发展的演化特征.

相比之下, 负自发曲率体系在相同渗透压驱动下表现出明显不同的形变方向. 图3(c)显示, 在等渗条件下(样本总数N = 52), 95%以上的囊泡在较长时间内保持球形; 当渗透压差为30 mM时(样本总数N = 88), 35.2%的囊泡出现局部向内折叠, 形成内凹口形结构, 少量样品(< 5%)进一步发生更深的内陷并形成内凹颈部结构(详见补充表S2 (online)). 值得注意的是, 在撤去渗透压梯度并恢复等渗条件后, 这些内凹结构可恢复为球形囊泡(详见补充图S4 (online)), 说明该形变过程主要由渗透胁迫驱动下的磷脂分子分布重排, 并未伴随明显的膜破裂或不可逆结构损伤.

综合上述实验结果, 渗透压差的增大是驱动囊泡形变的直接因素. 随着外液浓度升高、跨膜渗透压差增大, 囊泡内部水分持续外流, 约化体积逐渐减小, 因而需要通过更显著的膜重排来释放多余膜面积. 在较小渗透压差下, 囊泡通常仅表现为轻微偏离球形的初始形变; 而当渗透压差进一步增大时, 则会逐步出现颈部、尾部等更高曲率的复杂结构. 另一方面, 在相似的体积收缩驱动力下, 膜自发曲率的符号进一步决定了形变发展的具体方向. 正自发曲率条件下, 囊泡优先形成外凸型中间态, 其典型序列为球形(spherical)、长椭球/梨形(prolate/pear)、带颈部结构(necked)以及长尾形(tailed); 而负自发曲率条件下, 囊泡则更倾向于产生内凹型形变, 典型序列表现为球形(spherical)、内凹口形囊泡(stomatocyte)及进一步发展的内凹颈部(invaginated)结构. 说明渗透压差主要决定形变发生的程度, 而自发曲率则主导形变演化的分支路径.

前文已表明, 在固定自发曲率条件下, 跨膜渗透压差的增大可推动囊泡由近球形状态向更复杂的非球形构型演化. 为进一步考察囊泡形变稳态形貌如何同时受膜自发曲率与体积收缩程度控制, 本研究系统调节外液中的LPC浓度和跨膜渗透压差, 并记录不同参数组合下囊泡的形变稳态形貌, 如图4(a)所示. 实验中, LPC浓度设置为0, 5, 10和20 μM, 跨膜渗透压差覆盖0—80 mM范围. 在等渗条件下, LPC浓度高于20 μM则导致囊泡质量下降与体系纯净度降低, 且LPC浓度更高时囊泡失稳破裂(详见补充图S5 (online)), 故参数组浓度上限设为20 μM.

在无LPC条件下, 膜的曲率偏好主要由POPE所赋予的负自发曲率背景决定. 随着渗透压差增大, 囊泡形变稳态由球形逐步转变为内凹口形、内凹颈部以及更深的内凹结构, 表明在负自发曲率主导下, 体积收缩优先通过向内弯曲的方式得到释放. 这一结果可视为体系在负曲率背景下的基本形貌分支. 在此基础上, 随着外液中LPC浓度升高, 囊泡形变稳态逐渐由内凹分支转向外凸分支, 并且形成高局部曲率外凸结构所需的渗透压差明显降低. 在较弱正曲率调控条件下, 当LPC浓度为5 μM时, 即使渗透压差增大至50 mM, 囊泡仍主要保持近球形或仅表现出轻微拉伸的椭球形, 只有在80 mM时才出现明显的非近球形外凸形变稳态. 相比之下, 当LPC浓度升至10 μM时, 在30—50 mM的中等渗透压差下即可观察到带颈部的哑铃形结构, 而在80 mM条件下, 长尾形逐渐成为主导终态. 进一步将LPC浓度提高至20 μM后, 仅需30 mM的渗透压差, 囊泡便可形成长尾形终态. 说明随着正自发曲率增强, 体系进入高曲率外凸形貌区域所需的体积收缩阈值显著降低.

理论上看, 囊泡形变稳态由膜的约化自发曲率$ \tilde{c}_0 $与约化体积v共同决定. 本工作通过两个独立实验参数分别调控上述物理量: LPC浓度调控$ \tilde{c}_0 $, 跨膜渗透压差调控v.

在弹性理论框架下, 膜的自发曲率来源于脂质分子几何形状的非对称性. 当少量曲率调节分子(如LPC)掺入基质膜时, 膜的总自发曲率可视为各组分贡献的线性叠加, 总自发曲率与LPC浓度成线性关系. 但在非理想的实验环境下, 采用经验幂律关系

进行修正.

本实验中最大跨膜渗透压差为80 mM, 对应的膜张力不足以造成显著面积变化^[33]; 且实验内液使用蔗糖, 其对磷脂膜的反射系数接近1, 在实验时间尺度内跨膜泄漏可忽略^[34]. 因此, 囊泡膜面积不变且内部溶质不泄露的情况下体积变化与渗透压差的关系可由范特霍夫定律 pV = 常数描述. 这里定义无量纲参数约化渗透压差$ \Delta p/p_0 $以消除初始条件的影响. 在此情况下, 约化体积作为囊泡形变前后的体积比有:

其中$ p_0 $为环境初始渗透压. 因此, 约化渗透压差直接控制了囊泡的约化体积.

上述参数关系可以通过(5)式纳入描述囊泡形变模式的弹性理论框架统一描述. 图4(b)总结了不同LPC浓度与约化渗透压差下囊泡的形变稳态形貌, 其中横轴为LPC浓度, 纵轴为约化渗透压差. 根据实验观测与理论计算, 形态相图可划分为六个特征区域. 区域I(低LPC浓度、低约化渗透压差): 球形囊泡. 此时自发曲率和体积收缩均较小, 膜难以克服形变能垒. 区域II(中低LPC浓度、较低约化渗透压差): 椭球形或梨形(对应$ l=2 $椭球模态主导). 自发曲率增大或体积轻微减小导致轴对称拉伸失稳. 区域III(较高LPC浓度、中约化渗透压差): 具颈部的哑铃形(对应$ l=3 $模态, 多极子模与椭球模共同主导). 形变加剧, 出现局部缢缩与颈部结构. 区域IV(高LPC浓度、高压差): 长尾形(对应$ l\geqslant 4 $模态, 多极高阶模主导). 体积显著收缩且正自发曲率很强, 膜向外极度伸长. 区域V(无LPC或极低LPC浓度、中压差): 内凹口形. DOPE主导的负自发曲率驱动膜向内凹陷. 区域VI (无LPC浓度、高压差): 内凹颈部结构. 在负曲率下进一步演化出内凹的颈部. 需要指出, 长尾形囊泡(区域IV)不能仅用$ l=4 $或更低阶球谐模解释. 理论推导给出的失稳临界条件, 是基于球形参考态的二阶变分分析, 其在严格意义上仅预测初始失稳时所激发的模态. 因此, l = 2(椭球模态)和l = 3(多极子模态)更适用于判别囊泡从球形出发时优先进入的早期形变分支. 同时, 随着囊泡形变幅值增大, 理论分析中线性近似不再成立. 实验中观察到的长尾形终态, 其形态特征涉及高度局域化的膜颈缩与伸长, 超出了单模态线性分析所能描述的范畴. 这一形貌应理解为早期模态(如l = 2, l = 3)在非线性阶段通过高阶模态耦合与膜弹性非线性效应共同演化的结果. 基于此, 图4(b)中长尾区域的划分主要用于表征该类终态在参数空间中的出现范围, 而其内部更精细的几何结构仍有待结合非线性理论模型作进一步分析. 此外, 图4(b)中各形貌分区的边界是基于本实验中离散参数点的稳态统计结果绘制. 当同一参数点上观察到两种或以上形貌共存时, 边界位置存在由形态分布统计涨落和参数采样分辨率共同引入的不确定性, 因此各区域之间的分割线应理解为过渡带的趋势.

综合实验结果与理论分析可以看出, 本工作建立的形貌相图(图4(b))实质上是两个无量纲控制参数, 即约化自发曲率$ \tilde{c_0} $与约化体积v协同调控囊泡形变的直观映射. 其中, 约化曲率表征由LPC浓度调控; 约化体积差由跨膜渗透压差调控. 渗透压差通过降低约化体积推动囊泡偏离球形并触发形变, 而自发曲率则决定形变沿外凸还是内陷方向发展, 并决定特定形变稳态出现的体积阈值. 在此框架下, 与分裂兼容的哑铃形颈部结构(区域III)仅出现在约化自发曲率与约化体积均处于中等水平的狭窄窗口内, 任何一方驱动过强均会将体系推向非分裂形貌. 随着LPC浓度的升高, 形成哑铃形或长尾形等外凸终态所需的渗透压差明显降低; 而在负约化自发曲率背景下, 体系则更容易进入内陷分支. 这一无量纲视角将本工作的具体实验参数提升为更普适的物理语言, 使本文结果可直接迁移至不同囊泡尺寸或不同脂质组成的体系, 为可分裂人工细胞的实验提供更具一般性的参考.

本研究系统阐明了膜自发曲率与渗透压差对巨型单层囊泡形变方向与形变稳态形貌选择的协同调控作用. 结果表明, 渗透压差通过降低囊泡约化体积推动形变逐步加深, 而自发曲率则决定形变优先沿外凸还是内陷方向发展. 在正自发曲率条件下, 囊泡形变稳态形貌随渗透压差增大依次表现为球形、梨形、带颈部哑铃形和长尾形等特征类型; 在负自发曲率条件下, 则对应出现球形、口形、内凹颈部等稳态形貌, 两类分支在几何特征上呈现明显的对应关系.

进一步, 本研究建立了以LPC浓度和渗透压差为控制参数的囊泡形变稳态形貌图谱, 明确了不同形貌区域在参数空间中的分布规律. 结果显示, 与分裂兼容的哑铃形颈部结构并非广泛存在, 而是明确对应于特定的参数区间. 在本研究体系中, 该形貌仅出现在LPC浓度为10 μM左右所对应的适中正自发曲率, 以及跨膜约化渗透压差为0.15—0.25所定义的适中体积收缩范围内. 当LPC浓度偏高(例如达到20 μM)或约化渗透压差超过0.5时, 囊泡形变稳态形貌将不可逆地转向长尾形等非可分裂形貌区域. 由此, 本文在Helfrich弹性理论框架下, 将膜自发曲率与约化体积两个关键物理量落实为可实验调控的参数, 并归纳了囊泡形变稳态形貌选择的实验图景. 这些结果为理解膜形变的物理机制以及设计可分裂人工细胞提供了定量依据.